Inmunobiología de la Infección por Mycobacterium Tuberculosis

 

María Lilia Díaz, M.D., Universidad del Cauca, Popayán - Colombia

 

Introducción

 

La tuberculosis (TBC) continúa siendo una amenaza para la salud mundial y a pesar de los esfuerzos de los gobiernos para tratar de limitarla, a través de la búsqueda de individuos infectados, el establecimiento del diagnóstico y el tratamiento acortado supervisado, ella causa 8 millones de enfermos y 3 millones de muertes cada año. El creciente aumento de la inmunodeficiencia relacionada a la  infección por VIH, el deterioro socioeconómico y de los sistemas de salud, la aparición de epidemias causadas por Mycobacterium tuberculosis (M. tuberculosis) resistente o multirresistente, aumentan el problema y hacen necesario y urgente trabajar en la búsqueda de nuevas vacunas altamente efectivas y nuevas terapias, probablemente inmunoterapia.

 

Es evidente que diferencias en las relaciones entre la micobacteria, el hospedero y el micro y macro ambiente determinan la evolución de la infección: A pesar de que 30% de la población está infectada, solo 5-10% está en riesgo de desarrollar la enfermedad en 1 a 2 años (TBC primaria) o durante el resto de la vida (TBC post-primaria). Las manifestaciones pueden variar desde el control de la infección, con la muerte temprana de la micobacteria, las formas autolimitadas o poco mórbidas hasta las diseminadas y mortales.(1,2)

 

El entendimiento de las relaciones entre la micobacteria y el hospedero es una de las condiciones necesarias para el avance en el logro de las metas necesarias. En el presente escrito se describirán algunos de los avances en el conocimiento de la micobacteria y los sistemas de defensa del hospedero.

 

La Microbacteria

 

M. tuberculosis pertenece taxonómicamente al género Mycobacterium, único género de la familia Mycobacteriaceae, del orden Actinomicetales, Todas las micobacterias y taxones de este orden comparten, como característica, la capacidad de sintetizar ácidos micólicos.(3,4) M. tuberculosis es un patógeno de crecimiento lento, altamente infeccioso, intracelular facultativo, capaz de sobrevivir y persistir en el ambiente altamente oxidativo de las células fagocíticas, en estado de dormancia, para luego reactivarse y causar enfermedad, lo que constituye uno de los factores de éxito de este patógeno.(5-8)

 

En 1998, se secuenció el genoma completo de M. tuberculosis H37Rv que comprende 4.411.529 pares de bases y alrededor de 4.000 genes, en un cromosoma circular, con un contenido G+C del 65.6%. Este es un gran avance en la identificación de factores de virulencia y patogénesis, posibles antígenos para vacunas efectivas y sitios de acción de medicamentos.(9,10)

 

Las micobacterias comparten con los grampositivos y gramnegativos, una membrana celular conformada por una bicapa lipoprotéica rodeada por el espacio periplásmico y péptidoglicano en cantidades variables, mayor para los grampositivos. Las micobacterias además poseen una capa externa o cápsula, constituida especialmente de carbohidratos, proteínas y lípidos.(11) Entre los componentes característicos de esta estructura están el arabinogalactán covalentemente unido al péptidoglicano, y una capa de lípidos muy gruesa formada fundamentalmente por ácidos micólicos, los cuales son ácidos grasos ramificados, de 60 a 90 carbonos, localizados perpendicularmente al arabinogalactán, formando enlaces covalentes con él. Esta estructura responde por la ácido alcohol resistencia y por la hidrofobicidad, con baja penetración de nutrientes hidrofílicos y antibióticos.(12-16) El espectro de lípidos y glucolípidos de M. tuberculosis, va desde ácidos grasos simples, como el palmitato y el tuberculoestearato, a través de los isoprenoides, hasta moléculas altamente complejas de cadenas muy largas, como los  ácidos micólicos y los alcoholes fenol-tiocerol que esterifican con los ácidos micocéricos, así las micobacterias en general, contienen ejemplos de todos los sistemas conocidos de biosíntesis y degradación de lípidos y poliquétidos. Entre los componentes lipídicos de la capa más externa figuran los glicolípidos fenólicos (PGLs), lipooligosacáridos (LOSs) y dimicocerosatos de tioceroles (DIMs), las dimicotrehalosas (DMTs), las monomicoloil trehalosas (MMTs) y triacilgliceroles (TAGs), los glicopeptidolípidos (GPLs), fosfatidiletanolaminas (PEs) y manósidos de fosfatidilinositol (PIMs).(17) Las especies micobacterianas presentan diferencias en la presencia de ellos y en la ubicación de estos componentes.

 

La importancia del conocimiento de la composición de la envoltura micobacterial, reside en que estos constituyentes están en constante contacto con las células del huésped durante la infección, y pueden afectar su respuesta, como es el caso de los PGLs que inhiben la respuesta linfoproliferativa, suprimen las respuestas oxidativas y el barrido de los radicales de oxígeno en los monocitos(17). El D-glucán interviene en la unión no opsonizada de la micobacteria a los macrófagos, y en general los carbohidratos inhiben la fagocitosis mediada por opsonización a través de los PIMs al receptor C3. Se ha observado que las micobacterias de cápsula más gruesa inhiben la fagocitosis mediada por opsoninas del complemento, y se relacionan con un aumento de la toxicidad pulmonar, y mejor supervivencia de la bacteria. Los glicolípidos sulfátidos previenen la fusión del fagolisosoma de los macrófagos; y los GPLs inhiben la proliferación inespecífica de mononucleares y la fosforilación oxidativa mitocondrial. (18-21)

 

Además de los glucolípidos y lípidos estructurales M. tuberculosis posee la posibilidad de utilizar acetato o ácidos grasos como única fuente de carbono, empleando la ruta del glioxilato para la biosíntesis de material celular. Las enzimas claves para esta ruta son la malato sintetasa y la isocitrato liasa.(22) Esta última aumenta con la edad del cultivo en cepas patogénicas, también aumenta con el crecimiento en baja tensión de oxígeno y cuando hay deprivación de alimento y se suministra acetato o palmitato.(13,14) Este mecanismo parece tener importancia para la supervivencia de la micobacteria en ambientes del huésped, con baja tensión de oxígeno o limitación en el acceso a fuentes de carbono diferentes a los ácidos grasos.

 

La micobacteria también posee numerosas enzimas que degradan ácidos grasos y permiten su ingreso al ciclo de la acetil Co A y enzimas del complejo b oxidativo FadA/FadO, éstas le son útiles en el ambiente intracelular del fagosoma, muy restringido en nutrientes, donde los lípidos y ácidos grasos del huésped son una de las fuentes de carbono más abundantes para el bacilo.(9,22)

 

En el secuenciamiento del genoma de M. tuberculosis H37Rv se identificaron 3.924 marcos de lectura que cuentan con un ~91% de capacidad potencial de codificación, pudiendo atribuirle una función al ~40% de las proteínas predichas. Entre las proteínas bacterianas estudiadas a partir del filtrado del cultivo, se destacan por sus efectos en el sistema inmune, efectos que las posibilitan para su utilización en la fabricación de nuevas vacunas, o para metodologías diagnósticas, las siguientes: Ag 85, el cual se ha observado induce la proliferación de los linfocitos T y la producción de Interferón gamma, su fracción Ag 85A, de 32 Kda, induce la producción de anticuerpos, y la fracción Ag 85B, de 30 Kda, induce la producción de anticuerpos que se presentan en pacientes con TBC activa, por lo tanto los anticuerpos a esta fracción pueden diferenciar entre pacientes infectados enfermos y no enfermos.(23,24) La proteína de 19 Kda es también inductora de anticuerpos y proliferación de células T, y el antígeno ESAT-6  de 6 Kda (early secretory antigen target) induce proliferación de linfocitos e incremento del interferón gamma, al ponerlo en contacto con las células mononucleares de los contactos sanos de pacientes bacilíferos; interesantemente este antígeno se ha encontrado en M. tuberculosis, M. szulgai, M. kansasii y no en M. bovis BCG.(24-27) Por esta inducción de respuesta inmune tipo TH1, este antígeno también se trabaja en la elaboración de nuevas vacunas. Otra proteína, la CFP-10 induce igualmente la proliferación de linfocitos, y la producción de interferón gamma.28

 

La proteína homóloga a la a cristalina, y la proteína Hmp codificada por el gen hmp (Homóloga a la flavohemoglobina de E. coli), aumentan su nivel durante la fase de crecimiento estacionario, en condiciones limitantes de oxígeno y durante estrés nitrosativo. Estos hechos sugieren que estas proteínas, sintetizadas en respuesta a estrés, podrían tener un papel protector de M. tuberculosis dentro de los macrófagos del huésped y en las lesiones granulomatosas y necróticas con bajo contenido de oxígeno.(5)

 

Otras proteínas de la micobacteria han sido utilizadas como blanco de medicamentos antituberculosos, o su función interviene en la resistencia a éstos. La catalasa-peroxidasa es una enzima necesaria para la activación de la isoniazida (INH) a medicamento activo, es codificada por el gen katG, y las mutaciones en dicho gen se relacionan con un alto nivel de resistencia a la INH, aunque no todas las resistentes muestran estas mutaciones.(16,29) La proteína InhA, codificada por el gen inhA, cataliza la reducción de los d2-trans-enoil-tioesteres de CoA ó Acil-CoA, dependiente de NADH. La INH también inhibe la proteína InhA.(16,30,35) La proteína AhpC, codificada por el gen ahpC, es una alquil-hidroperoxireductasa, incluida en la respuesta celular al estrés oxidativo. La alta expresión del gen ahpC se relaciona inversamente con la susceptibilidad a la INH, y las mutaciones en la región intergénica de este, con el gen oxyR, generan alta expresión de ahpC y resistencia de la micobacteria a la INH.(12,29,32,33)

 

En cuanto a los metabolismos del hierro, éste es un cofactor importante para al menos 40 enzimas diferentes codificadas en el genoma de M. tuberculosis, y es requerido para la síntesis de ADN. Se ha estimado que se necesita de una concentración de 7 a 64 mg de Fe por gramo de masa celular micobacterial, para un crecimiento sostenido de la bacteria En las micobacterias existen sideróforos que regulan la adquisición y utilización del hierro como el ácido síalico, el ácido cítrico, las micobactinas y exoquelinas cuya síntesis está controlada por la abundancia extracelular del metal. M. tuberculosis, posee micobactinas que secretan, captan el hierro de la transferrina y lo entregan a las micobactinas celulares. El hierro se almacena en bacterioferritinas identificadas en Mycobacterium leprae y Mycobacterium avium y de las cuales existen 2 genes homólogos en M. tuberculosis, (bfrA y bfrB). El hierro es fundamental para la sobrevida de la micobacteria, una mutante incapaz de producir ambos tipos de micobactinas pierde la capacidad de crecer dentro de los macrófagos. (34,35)

 

Entre otros factores de patogenicidad y virulencia de la micobacteria se describen la catalasa-peroxidasa que protege a la bacteria contra los reactivos de oxígeno producidos por el fagocito, el gen mce que codifica  el factor colonizador del macrófago, el gen del factor sigma, sigA (rpoV), cuyas mutaciones pueden llevar a la atenuación de la bacteria y la superóxido dismutasa que metaboliza radicales tóxicos,(9) las proteínas codificadas por el gen eis, presente en M. tuberculosis, M. smegmatis y M. bovis, se relacionan con el aumento de la supervivencia intracelular de la micobacteria, pero se desconoce el mecanismo de la acción.(6) También los productos de los genes erp, acr y sigF han sido asociados con la patogenicidad de la micobacteria, aunque el modo de acción sigue siendo hipotético.

 

A un grupo de proteínas deducidas del genoma, y codificadas por el gen mce, se les propone un papel en la invasión de las células del huésped. También se ha identificado un gen homólogo a smpB (relacionado con la supervivencia intracelular de Salmonella typhimurium), el cual podría intervenir en la supervivencia de M. tuberculosis.(6,9)

 

Entre las proteínas secretadas, identificadas por la secuencia genómica, y que pueden actuar como factores de virulencia, están las fosfolipasas C, lipasas y estearasas, así como varias proteasas, que pueden atacar las membranas celulares y vacuolares.(9) La proteína a-Cristalina mencionada anteriormente parece intervenir en la protección de M. tuberculosis en ambientes con bajo contenido de oxígeno.(5,36,37)

 

Son importantes en la patogenicidad, varios componentes de la pared celular, que pueden actuar como ya se describió anteriormente, en la adhesión, en la inhibición del procesamiento de la micobacteria en el fagosoma y en la dirección y supresión del sistema inmune como el mam LAM y otros glucolípidos.

 

Respuesta Inmune

 

Después de la captación de la micobacteria por los macrófagos alveolares  varios hechos determinados por la respuesta innata (fagocitosis, presentación de antígenos, coestimulación y estimulación de los linfocitos T y Natural killer, NK) y por la respuesta adaptativa o específica iniciada en los eventos anteriores, pueden suceder:

 

1.      Destrucción de la micobacteria sin el desarrollo de inmunidad adaptativa

2.      Establecimiento de la infección en forma latente, como enfermedad local o como enfermedad diseminada .(2)

 

Fagocitosis

 

En este proceso intervienen en primera instancia los macrófagos alveolares, y luego las células dendríticas y macrófagos derivados de los mononucleares de la sangre. En la endocitosis de la bacteria intervienen moléculas de la pared de la micobacteria y varios receptores de las células fagocíticas los cuales reconocen la micobacteria opsonizada, o antígenos no opsonizados así: Los receptores 1, 2 y 3 del complemento se unen a la micobacteria opsonizada con el factor C3, aunque los receptores para C3 y C4 también  ligan directamente  la micobacteria. .(38-40) El receptor para manosa (RM) reconoce residuos terminales de manosa sobre la micobacteria y es el receptor más caracterizado que interviene en la fagocitosis no opsonizada. .(40,41)

 

Otros receptores que intervienen en la captación de la micobacteria son los llamados receptores scavenger  tipo A,(42) las colectinas .(43-46)entre las que se incluyen las proteínas del surfactante, las lectinas ligadoras de manosa y C1q. La proteína A del surfactante facilita la unión de la micobacteria a monocitos, neumocitos tipo II y neutrófilos, mientras que la proteína del surfactante Sp-D bloquea la captación de cepas patogénicas de micobacterias por los macrófagos.(47) En un estudio, pacientes VIH positivos tienen elevados niveles de proteína A del surfactante y 3 veces más unión de M. tuberculosis a los macrófagos alveolares.(48). Otra colectina es el factor plasmático MBL, el cual reconoce carbohidratos, interviene en fagocitosis a través de un receptor aun no identificado o indirectamente a través de activación del complemento. Se han descrito polimorfismos en la concentración de este factor.(49). Un estudio evidenció aumento de los niveles séricos en tuberculosos y en otro sus niveles altos se relacionaron con desventaja ante las infecciones micobacterianas. .(50) La fibronectina plasmática o de las células puede estar incluida en la unión de M. tuberculosis a las células epiteliales , aquí también pueden intervenir proteínas ligadoras de fibronectina secretadas por M. tuberculosis como las del complejo Ag 85 de 30 a 31 kDa. M. tuberculosis tiene una adhesina ligadora de heparina de 28 kDa que se une a glicoconjugados de las células del hospedero.(51)

 

La forma como M. tuberculosis es captada por las células fagocíticas puede llevar a diferentes resultados así la fagocitosis mediada por receptores del complemento no lleve a respuesta inflamatoria como la mediada por receptores Fc gamma y la sobrevivencia de la micobacteria es mejor cuando se une a CR1 que si lo hace a CR3 o CR4, la captación opsonizada por proteína Sp-A suprime los reactivos intermedios del nitrógeno en los macrófagos. Las cepas virulentas son fagocitadas por receptores de manosa y esta vía no dispara la producción de radicales tóxicos de oxígeno. El gene para el receptor de manosa está localizado en el cromosoma 10p13 y varios marcadores en este cromosoma se han encontrado en 245 familias de la India con lepra. .(38,40,44,52-,58)

 

Reconocimiento de M. Tuberculosis

 

El reconocimiento de la micobacteria por parte de los macrófagos y células dendríticas es necesario para su activación y producción de citoquinas. En este proceso intervienen el LAM el cual se une a CD14, transferido  por las proteínas ligadoras de lipopolisacárido del plasma. .(59)

 

También intervienen los receptores parecidos a Toll (TLRs)  de los cuales se han identificado al menos 10 . Los TLR 2 , reconocen péptidoglicanos, lipopéptidos y la proteína de 19 kDa de M. tuberculosis, TLR4 reconoce un factor termolábil de la pared aun no identificado y TLR9  reconoce ADN a través de su unión a dinucleótidos CG. .(60) Los LTR son proteínas transmembranales cuyo dominio interno es homólogo al dominio de señal del receptor de IL1 (RIL1). El dominio interno se une a una serina kinasa asociada a RIL1. La serina kinasa activa factores de transcripción parecidos a NF-kB para señalizar la producción de citoquinas. Así los LTR son importantes en el reconocimiento inmune de las micobacterias y probablemente el polimorfismo genético a este nivel o en proteínas que intervienen en la señalización posterior determinen diferencias en la respuesta innata a las micobacterias. Otra proteína la de diferenciación mieloide (MyD88) une los LTR a IRAK y es esencial para la activación de los macrófagos por M. tuberculosis.(61,62)

 

Presentación de Antígenos

 

Los macrófagos y células dendríticas  presentan los antígenos proteicos a los linfocitos T CD4 en el contexto de las moléculas de histocompatibilidad clase II. Las moléculas CD1 de las células presentadoras de antígenos presentan antígenos glicolípidos y lipoproteínas  a las células T de diferentes clases incluyendo las T γδ e inducen la producción de Interferon γ (INFγ) tempranamente.

 

Las células TCD8 reconocen antígenos proteicos presentados por moléculas HLA I que se encuentran en todas las células. El polimorfismo en moléculas de histocompatibilidad podría explicar la susceptibilidad a TBC encontrada en algunas poblaciones. También la expresión de estas moléculas esta influenciada por citoquinas y por los antígenos. .(63-69)

 

Producción de Citoquinas

 

La fagocitosis y reconocimiento de M. tuberculosis por parte de macrófagos y células dendríticas lleva a estas células a la producción de citoquinas desde las etapas tempranas de la infección y estos hechos determinan la respuesta inmune específica o adaptativa posterior, dentro de la cual también interviene la producción de citoquinas. Entre las citoquinas producidas se encuentran:

 

El factor de necrosis tumoral alfa (TNFα ), producido por los monocitos y macrófagos estimulados con micobacterias o sus productos, interviene en la formación del granuloma y el control de la micobacteria latente. La ausencia de receptores para TNFα en ratones los hace susceptibles y el tratamiento de la enfermedad de Crohn o la artritis reumatoidea con anti TNFα se ha asociado a TBC diseminada. .(70-72)

 

Interleuquina 1 β (IL1 β) Producida por los macrófagos y células dendríticas controla el crecimiento de la micobacteria e interviene en la formación del granuloma. Los individuos con TBC pleural tienen más frecuentemente una relación aumentada de IL1 β/antagonista de receptor de IL1 β que los individuos con otras formas de TBC. .(73-75)

 

Interleuquina 12 (IL12) Producida por las células fagocíticas, estimula la producción de INF γ y a través de éste ejerce un efecto protector. Los ratones deficientes en el receptor son altamente susceptibles  y humanos con mutaciones en el gen para la proteína P40 de IL 12 o el receptor de IL 12, tienen disminución de la producción de INF γ y sufren de infección micobacteriana recurrente.(76-78)

 

Interleuquina 15 (IL15) Producida por monocitos y macrófagos induce proliferación y activación de las células T y NK. El RNA mensajero se ha encontrado elevado en pacientes con lepra tuberculoide. (79,80)

 

Interleuquina 18 (IL18)  Es una citoquina proinflamatoria, induce la producción de INF γ, es sinérgica con IL 12, aumenta otras citoquinas proinflamatorias, quimioquinas  y factores de trascripción. Los ratones deficientes en esta interleuquina son altamente susceptibles a M. tuberculosis y M. bovis BCG y pacientes enfermos de TBC tienen niveles disminuidos en células mononucleares de sangre periférica. .(81,82)

 

INF γ. Es producido por los linfocitos T helper 1 (TH1) en forma específica después de ser estimulados por antígenos micobacterianos, es inducido por PPD pero no por sonicado de la micobacteria. La diferenciación de las células T en helper 1 es promovida por IL12 generada en macrófagos y células dendríticas. Los ratones deficientes en IFN γ son altamente susceptibles a M. tuberculosis y se han descrito humanos carentes en el receptor para INF γ que sufren de TBC recurrente o mortal. En varios estudios pacientes con TBC tienen bajos niveles de citoquinas TH1 y altos de TH2, los niveles mejoran con el tratamiento. Los estudios también muestran que contactos PPD positivos no enfermos de TBC tiene niveles de INF γ e IL12 aumentados. .(83-89)

 

Citoquinas Antiinflamatorias

 

Interleuquina 4. (IL4). Producida por los macrófagos y linfocitos TH2. suprime la producción de INF γ y la activación de los macrófagos. Pacientes con TBC tienen aumento en el nivel de citoquinas TH2 entre ellas la IL4. (90,91)

 

Interleuquina 6 (IL6). Esta se produce tempranamente, inhibe la producción de TNFα  e IL1 β, promueve el crecimiento de M. avium in vitro. En ratones la producción temprana parece ser protectora a través de la inducción temprana de INF γ. (92,93)

 

Interleuquina 10 (IL10). Es producida por macrófagos después de fagocitar M. tuberculosis o ser estimulados con manLAM y también por linfocitos TH2 específicos. Disminuye el INF gamma, el TNF α y la IL-12. La IL 10 es más alta en pacientes tuberculosos anérgicos aun después del tratamiento. (94-98)

 

Factor de crecimiento transformador β (TGF β). Producido por los monocitos, inducido por productos micobacterianos. El LAM de las micobacterias virulentas induce selectivamente esta citoquina y se ha encontrado aumentada en pacientes tuberculosos. El TGF β inhibe la proliferación de las células T y la producción de INF γ, antagoniza la presentación de los antígenos por los macrófagos e inhibe la activación celular y la producción de citoquinas inflamatorias, promueve la producción de colagenasas y matriz de colágeno. (95,99)

 

Otras anti-inflamatorias son los receptores solubles de TNFα 1 y 2 y el antagonista del receptor de IL1 β.

 

 

 

 

Mecanismos efectores de muerte de la Micobacteria

 

Macrófagos. Son los principales efectores y los posibles mecanismos son la producción de radicales intermedios del oxígeno y del nitrógeno, los ratones deficientes en su producción evidencian mayor susceptibilidad. También ratones carentes de la proteína 47 de oxidasa NADPH permiten un crecimiento aumentado de micobacterias, tempranamente. En macrófagos alveolares de pacientes con TBC se ha encontrado producción disminuida de RIN aunque in vivo es incierto. Algunos componentes micobacterianos como los sulfátidos y el LAM son barredores de radicales intermedios de oxígeno y la micobacteria dilata o inhibe la fusión de fagosoma y lisosoma y previene la acidificación del fagosoma bloqueando las hidrolasas. (2)

 

Los macrófagos requieren de la activación por parte de interleuquinas TH1, entre ellas las más importantes el INF γ, IL12, IL15 y la IL18. Los linfocitos T requieren para su activación, además de la presentación de antígenos, una coestimulación a través de la unión de CD80 y CD86 de las células dendríticas y macrófagos a CD28, CTLA-4. En la activación de macrófagos interviene también la vitamina D. en varios estudios los niveles bajos de vitamina D se han asociado con TBC en humanos y algunos polimorfismos del receptor de vitamina D se han encontrado más frecuentes en pacientes con TBC cuando además hay niveles séricos bajos. (100-103)

 

En la activación de los macrófagos también interviene la proteína asociada a la resistencia natural de los macrófagos codificada por el gene Nramp1, ésta es una proteína transmembranal transportadora de iones de metales entre ellos el hierro que tiene que ver con la activación de macrófagos para la producción de radicales tóxicos de oxígeno. Ratones con el gen Nramp1 mutado presentan compromiso de la maduración y acidificación del fagosoma y, en individuos africanos, un polimorfismo funcional del promotor de la expresión de este gene se encontró asociado con susceptibilidad a la TBC. (104-106)

 

Apoptosis

 

La apoptosis de los fagocitos infectados reduce la viabilidad de las micobacterias. Éste es un mecanismo para prevenir la diseminación mientras que la necrosis no tiene estos efectos. Para la apoptosis se requiere el FNT α. El LAM y las cepas patogénicas de micobacterias disminuyen o previenen la apoptosis a través de mecanismo dependiente de calcio o la liberación de receptores solubles de TNFα y de IL10. Los macrófagos infectados tienen además disminución de la expresión del ligando de Fas. Entre otros mecanismos de muerte micobacteriana se encuentran la actividad de las células T citotóxicas y las Nk a través de la granulisina que ataca directamente la membrana de la micobacteria, además las CD8+ también producen citoquinas. (107-111)

 

En resumen, el desarrollo de herramientas de Biología molecular en los finales del siglo pasado ha permitido avanzar en el conocimiento de la biología de las micobacterias y la respuesta del sistema inmune. En la patogénesis de la tuberculosis intervienen factores de virulencia relacionados con la estructura y metabolismo de la micobacteria y factores inmunogenéticos del huésped, además de los cambios en la expresión y funcionamiento de sistemas orgánicos entre ellos las citoquinas, ocasionados por otros elementos ambientales y micro ambientales como el estrés, la nutrición, otras infecciones etc. Es esta una enfermedad multifactorial y muchos de los numerosos interrogantes serán más fáciles y rápidos de responder con las nuevas tecnologías y más ahora que se conoce el genoma del microbio y del huésped.

 

 

Referencias

 

1.                Davies PDO and Grange JM. Factors affecting susceptibility and resistance to tuberculosis. Thorax 2001; 56:

2.                van Crevel R., Ottenhoff THM and van der Meer JWM Innate Immunity to Mycobacterium tuberculosis. Clin Microb Rev 2002; 15:294-309

3.                Rastrogi N, Legrand E, Sola C. Introducción a la nomenclatura y la patogénesis de las micobacterias. Rev sci tech Off int Epiz 2001;20:21-54.

4.                Ruíz Manzano J, Manterola JM, Ausina V, Sauret J. Nomenclatura y clasificación de las micobacterias. Arch Bronconeumol 1998;34:154-157.

5.                Cunningham AF, Spreadbury C. Mycobacterial stationary phase induced oxygen tension: cell wall thickening and localization of the 16-kilodalton a-Cristallin homolog. J Bacteriol 1998;180:801-808.

6.                Dahl JL, Wei J, Moulder JW, Laal S, Friedman RL. Subcellular localization of the intracellular survival-enhancing Eis protein of Mycobacterium tuberculosis. Infect Immun 2001;69:4295-4302.

7.                Master S, Zahrt TC, Song J, Deretic V. Mapping of Mycobacterium tuberculosis katG promoters and their differential expression in infected macrophages. J Bacteriol 2001;183:4033-4039.

8.                Wheeler PR, Ratledge C. Tuberculosis, pathogenesis, protection and control. Am Soc Microbiol, Washington D.C. 353-385. 1994.

9.                Cole ST, et al. Deciphering the biology of Mycobacterium tuberculosis from the complete genome sequence. Nature 1998;393:537-544.

10.            Av-Gay Y, Davies J. Components of eukaryotic-like protein signaling pathways in Mycobacterium tuberculosis. Microb Comp Genomics 1997;2:63-73.

11.            Dye C, Scheele S, Pathania V, Raviglione MC. Global burden of tuberculosis: estimated increase, prevalence, and mortality by country. JAMA 1999;282:677-686.

12.            Ehlers MRW. The wolf at the door: Some thoughts on the biochemistry of the tubercle bacillus. S Afr Med J 1993;83:900.

13.            McNeil MR, Brennan PJ. Structure, function and biogenesis of the cell envelope of mycobacteria in relation to bacterial physiology, pathogenesis and drug resistance. Res Microbiol 1991;142:451.

14.            Minnikin DE. Chemical principles in the organizatiion of lipid components in the mycobacterial cell envelope. Res Microbiol 1991;142:423.

15.            Nikaido H. Prevention of drug access to bacterial targets:Permeability barriers and active efflux. Science 1994;264:382.

16.            Parsons LM, Driscoll JR, Taber HW, Salfinger M. Drug resistance in tuberculosis. Infectious disease clinics of north America 1997;11:905-925.

17.            Ortalo-Magne A, Lemassu A, Lanéelle M-A, Bardou F, Silve G, Gounon P, Marchal G, Daffé M. Identification of the surface-exposed lipids on the cell envelopes of Mycobacterium tuberculosis and other mycobacterial species. J Bacteriol 1996;178:456-461.

18.            Fournié JJ, Adams E, Mullins RJ, Basten A. Inhibition of human lymphoproliferative responses by micobacterial phenolic glycolipids. Infect Immun 1989;57:3653-3659.

19.            Mehra VP, Brennan J, Rada E, Convit J, Bloom BR. Lymphocyte suppression in leprosy induced by unique M. leprae glycolipid. Nature 1984;308:194-196.

20.            Vachula M, Bolzer TJ, Anderson BR. Suppression of monocyte oxidative responses by the phenolic glycolipid I of Mycobacterium leprae. J Immunol 1989;142:1696-1701.

21.            Neill MA, Klebanoff SJ. The effect of phenolic glycolipid-I from Mycobacterium leprae on the antimicrobial activity of human macrophages. J Exp Med 1988;167:30-42.

22.            Honer Zu Bentrup K, Miczak A, Swenson DL, Russell DG. Characterization of activity and expression of isocitrate lyase in Mycobacterium avium and Mycobacterium tuberculosis. J Bacteriol 1999;181:7161-7167.

23.            Jae-Hyun Lim, Jeong-Kyu Park, Eun-Kyeong Jo, Chang-Hwa Song, Dullei Min, Young-Ja Song, Hwa-Jung Kim. Purification and immunoreactivity of three components from the 30/32-kilodalton antigen 85 complex in Mycobacterium tuberculosis. Infect Immun 1999;67:6187-6190

24.            Al-Buhairan, B., M. Pacheco, N. Nguy and R. Friedman. Vaccine Approaches to Tuberculosis.1999http://www.brown.edu/Courses/Bio_160/Projects1999/tb/tbbody.html

25.            Brandt L, Elhay M, Rosenkrands I, Lindblad EB, Andersen P. ESAT-6 subunit vaccination against Mycobacterium tuberculosis. Infect. Immun 2000;68:791-795

26.            Sorensen AL, Nagai S, Houen G, Andersen P, Andersen AB. Purification and characterization of a low-molecular-mass T-cell antigen secreted by Mycobacterium tuberculosis. Infect Immun 1995;63:1710-1717

27.            Harboe M, Oettinger T, Gotten Wiker H, Rosenkrands I, Andersen P.. Evidence for occurrence of the ESAT-6 protein in Mycobacterium tuberculosis and virulent Mycobacterium bovis and for its absence in Mycobacterium bovis BCG. Infect Immun 1996;64:16-22

28.            Dillon DC, Alderson MR, Day CH, Bement T, Campo-Neto A, Skeiky YAW, Vedvick T, Badaro R, Reed SG, Houghton R. Molecular and immunological characterization of Mycobacterium tuberculosis CFP-10, and immunodiagnostic antigen missing in Mycobacterium bovis BCG. J Clin Microbiol  2000;38:3285-3290

29.            Dhandayuthapani S, Zhang Y, Mudd MH, Deretic V. Oxidative response and its role in sensitivity to isoniazid in mycobacteria: characterization and Inducibility of ahpC by peroxides in Mycobacterium smegmatis and lack of expression in M. aurum and M. tuberculosis. J Bacteriol 1996;178:3641-3649

30.            Cantoni R, Branzoni M, Labo M, Rizzi M, Riccardi G. The MTCY428.08 gene of Mycobacterium tuberculosis codes for NAD+ synthetase. J Bacteriol 1998;180:3218-3221

31.            Blanchard JS. Molecular mechanisms of drug resistance in Mycobacterium tuberculosis. Annu Rev Biochem 1996;65:215.

32.            Deretic V, Dhandayuthapani PW, et al. Mycobacterium tuberculosis is a natural mutant with an inactivated oxidative-stress regulatory gene: implications for sensitivity for isoniazid. Mol Microbiol 1995;17:889.

33.            Jacobson FSR, Morgan RW, Christman MF, Ames BN. An alkyl hydroperoxide reductase from Salmonella typhimurium involved in the defense of DNA against oxidative damage. J Biol Chem 1989;264:1488-1496.

34.            De Voss JJ, Rutter K, Schroeder BG, Barry III CE. Iron Acquisition and metabolism by mycobacteria. J Bacteriol 1999;181:4443-4451

35.            Calder KM. Iron regulated proteins of Mycobacterium tuberculosis. 14th Annual AIDS Investigators’ Meeting Abstracts. F95-LA-019. 1997

36.            Hu Y, Butcher PD, Mangan JA, Rajandream M-A, Coates ARM. Regulation of hmp gene transcription in Mycobacterium tuberculosis effects of oxygen limitation and nitrosative and oxidative stress. J Bacteriol 1999;181:3486-3493

37.            Garbe TR, Hibler NS, Deretic V. Response to reactive nitrogen intermediates in Mycobacterium tuberculosis induction of the 16-kilodalton a-cristallin homolog by exposure to nitric oxide donors. Infect Immun 1999;7:460-465.

38.            Anderen A, and Underhill D. M. Mechanims of phagocytosis in macrophages.Annu Rev Immunol 1999; 17: 593-623

39.            Hirsch C.S, Ellner JJ, Russell D.G. and Rich E.A. Complement receptor-mediated  uptaked and tumor necrosis factor- alpha-mediated growth inhibition of Mycobacterium tuberculosis by human alveolar macrophages . J. Immunol 1994; 152: 743-753.

40.            Schlesinger LS. Macrophage phagocitosis of virulent but not attenuated strains of Mycobacterium tuberculosis is mediated by mannose receptors in addition to complement receptors J. Immunol 1993; 150:2920-2930.

41.            Schlesinger LS, Kaufman TM, Iyer S, Hull SR and Marchiando LK. Differences in mannose receptor mediated uptake of lipoarabinomannan from virulent and attenuated strains of Mycobacterium tuberculosis by human macrophages. J. Immunol. 1996; 157:4568-4575.

42.            Zimmerly S; Edwards S and Ernst J.D. Selective receptor blockade during phagocytosis does not alter the survival and growth of Mycobacterium tuberculosis in human macrophages. Am. J. Respir Cell Mol Biol. 1996; 15:760-770.

43.            Gaynor C.D, McCormack F.X. VoelkerD.R., McGowan S.E. and Schlesinger L.S. Pulmonary surfactant protein A mediated enhanced phagocytosis of Mycobacterium tuberculosis by  a direct interaction with human macrophages. J. immunol 1995; 155: 5343-5351.

44.            Pasula R, Wright JR, Kachel DL, and Martin WJ. Surfactant protein A suppresses reactive nitrogen intermediates by alveolar macrophages in response to Mycobacterium tuberculosis. J. Clin. Investig 1999; 103: 483-490

45.            Bermudez L and Goodman J. Mycobacterium tuberculosis invades and replicates within type II alveolar cells. Infect  Immun 1996; 64: 1400-1406

46.            Weikert L.F., Edwards K, Chroneos Z.C., Hage C., Hoffman L. and Shepherd V.L. SP-A enhances uptake of bacillus Calmette-Guerin by macrophages through a specific SP-A receptor. Am. J. Physiol. 1997; 272: L989-L995

47.            Ferguson J., Voelker D.R., McCormack and Schlesinger L.S. Surfactan protein D binds to Mycobacterium tuberculosis bacilli and lipoarabinomannan via carbohydrate-lectin interactions resulting in reduced phagocytosis of the bacteria by macrophages . J. Immunol. 1999; 163:312-321.

48.            Downing J.F., Pasula R, Wright J.R., Twigg H.L. and Martin W.J. Surfactan Protein A promotes attachment of Mycobacterium tuberculosis to alveolar macrophages during infection with human immunodeficiency virus. Proc. Natl.Acad Sci USA. 1995; 92:4848-4852

49.            Turner M.W. The lectin pathway.of complement activation. Res Immunol. 1996; 147: 110-115.

50.            Lipscombe R.J., Beatty D.W., Ganczakowski M., Goddard E.A., Jenkins T, Lao Y.L., Spurdle A.B. Sumiya M., Summerfield J.A. and Turner M.W. Mutations in the human mannose-binding protein gene: frequencies in several population groups Eur J.Hum. Genet. 1996; 4: 13-19.

51.            Menozzi FD, Rouse JH, Alavi M, Laude-sharp M, Muller J, Bischoff  R, Brennan MJ, and Locht C. Identification of heparin-binding hemaglutinin present in mycobacteria. J. Exp. Med. 1996; 184: 993-1001.

52.            da Silva R:P., Hall B.F., Joiner K.A. and Sacks D.L. CR1, the C3b receptor, mediates binding of infective Leishmania major metacyclic promastigotes to human macrophages. J. Immunol 1989; 143: 617-622

53.            Arias M. Rojas M, Zabaleta J., Rodríguez J.I., Paris S.C., Barrera LF and Garcia LF. Inhibition of virulent Mycobacterium tuberculosis by Bcgr and Bcgs macrophages correlatos with nitric oxide production. J. Infect Dis. 1997; 176: 1552-1558

54.            Chan J, Xing Y, Magliozzo RS and Bloom BR. Killing of virulent Mycobacterium tuberculosis by reactive nitrogen intermediates produced by activated murine macrophages. J.Exp. Med. 1992; 175: 1111-1122.

55.            Astarie-Dequeker C, N´Diaye E.N., Le C., Rittig V:M.G., Prandi J and Maridonneau-Parini I. The mannose receptor mediates uptake of pathogenic and nonpathogenic mycobacteria and bypasses bactericidal responses in human macrophages. Infect Immun 1999; 67: 469-477.

56.            Nogou J, Zelle-Rieser C, Gilleron M, Thurnher M, and Puzo G. Mannosylated lipoarabinomannans inhibit IL-12 production by human dendritic cells: evidence for a negative signal delivered through the mannose receptor. J. Immunol 2001;166: 7477-7485

57.            Siddiqui MR, Meisner S, Tosh K, Balakrishnan K, Ghei S, Fisher SE, Golding M et all. A major susceptibility locus for leprosy in India maps to chromosome 10p.13. Nat. Genet. 2001; 27: 439-441

58.            Eichbaum Q, Clerc P., Bruns G., McKeon F. and  Ezekowitz RA. Assignment of the human macrophage mannose receptor gene (MRC1) to 10 p13 by in situ hybridization and PCR-based somatic cell hybrid mapping. Genomics 1994;22: 656-658.

59.            Zhang Y, Doerfler M, Lee TC, Guillemin B and Rom WN. Mechanisms of stimulation of interleukin-1 beta and tumor necrosis factor-alpha by Mycobacterium tuberculosis components J. Clin. Investig 1993; 91: 2076-2083.

60.            Medzhitov R, Preston-hurlburt P, and Janeway  CA. A human homologue of the drosophyla toll protein signals activation of adaptive immunity. Nature 1997; 388: 394-397

61.            Oddo M, Renno T, Attinger A, Bakker T, MacDonald HR and Meylan PR. Fas ligand induced apoptosis of infected human macrophages reduces the viability of intracellular Mycobacterium tuberculosis. J. immunol. 1998; 160: 5448-5454 

62.            Means TK, Wang S, Lien E, Yoshimura A, Golenbock DT and Fenton MJ. Human toll-like receptors mediate cellular activation by Mycobacterium tuberculosis. J. Immunol 1999; 163: 3920.3927

63.            Mazzaccaro RJ., Gedde M, Jensen ER, van Santen HM, Ploegh HL, Rock KL and Bloom BR. Major histocompatibility class I presentation of soluble antigen facilitated by Mycobacterium tuberculosis infection. Proc Natl. Acad. Sci USA. 1996; 93: 11786-11791

64.            Cho S, Mehra V., Thoma-Uszynski S., Stenger S, Serbina N, Mazzaccaro RJ, Flynn JL., Barnes PF, Southwood S, Celis E, Bloom B.R., Modlin RL and Sette A. Antimicrobial activity of MHC clas I- restricted CD8+ T cells in human tuberculosis. Proc Natl Acad. Sci. USA. 2000., 97: 12210-12215

65.            Lewinsohn DM, Alderson MR, Briden AL., Riddell SR, Reed SG and Grabstein KH. Characterization of human CD8+ T cells reactive with Mycobacterium tuberculosis-infected Antigen-presenting cells. J. Exp. Med 1998; 187:1633-1640

66.            Goldfeld AE, Delgado JC, Thim S, Bozon MV, Uglialoro AM, Turbay D, Cohen C and Junis EJ. Association of an HLA-DQ allele with clinical tuberculosis JAMA 1998; 279: 226-228

67.            Ravikumar M, Dhenadhayalan V, Rajaram K, Lakshmi SS, Kumaran PP, Paramasivan CN, Balakrishnan K and Pitchappan R. Associations of HLA-DRB1, DQB1 and DPB1 alleles with pulmonary tuberculosis in South India. Tuber. Lung Dis. 1999; 79: 309-317

68.            Gercken J, Pryjma J, Ernst M and Flad HD. Defective antigen presentation by Mycobacterium tuberculosis-infected monocytes. Infect Immun 1994; 62: 3472-3478

69.            Pancholi P, Mirza A, Bhardwaj N, and Steinman RM. Sequestration from immune CD4+ T cells of mycobacteria growing in human macrophages. Science 1993; 260: 984-986.

70.            Henderson RA, Watkins SC and Flynn JL Activation of human dendritic cells following infection with Mycobacterium tuberculosis. J. immunol 1997; 159: 635-643.

71.            Kindler V, Sappino AP, Grau GE, Piguet PF and Vassally P The inducing role of tumor necrosis factor  in the development of bactericidal granulomas during BCG infection. Cell 1989;56: 731-740.

72.            Keanny J, Gershon S, Wise RP, Mirabile-Levens E, Kasznica J, Schwieterman WD, Siegel JN and Braun MM. Tuberculosis associated with infliximab, a tumor necrosis factor alpha-neutralizin agent. N. Engl. J. Med. 2001; 345: 1098-1104

73.            Dahl KE, Shiratsuchi H, Hamilton BD, Ellner JJ and Toossi Z. Selective induction of transforming growth factor beta in human monocytes by lipoarabinomannan of Mycobacterium tuberculosis. Infect Immun 1996; 64: 399:405.

74.            Juffermans NP, Florquin S., Camoglio L, Verbon A, Kolk AH, Speelman P, Van deventer SJ and Van der Poll T. Interleukin-1 signaling is essential for host defense during murine pulmonary tuberculosis. J. Infect Dis 200; 182: 902-908

75.            Wilkinson RJ, Patel P, Llewelyn M, Hirsch CS, Pasvol G, Snounou G, Davidson R, and Toossi Z. Influence of polymorphism in the genes for the Interleukin (IL)-1 receptor antagonist and IL-1 beta on tuberculosis J. Exp Med. 1999;189: 1863-1674

76.            Fulton SA, Johnsen JM., Wolf SF, Sieburth DS, and Boom WH. Interleukin 12 production by human monocytes infected with Mycobacterium tuberculosis: role of phagocytosis. Infect Immun 1996; 64:2523-2531

77.            Altare  F, Durandy A, Lammas D, Emile J, Lamhamdi S., Le deist F, Drysdale P, et all. Impairment of mycobacterial immunity in human interleukin 12 receptor deficiency. Science . 1998; 280: 1432-1435.

78.            Altare F. Ensser A, Breiman A, .Reichenbach J, Beaghdadi JE, Fisher A, Emile JF, Gaillard  JL, Meinl E and Casanova JL Interleukin 12 receptor beta 1 deficiency in a patient with abdominal tuberculosis J. Infect Dis 2001; 184: 231-236

79.            Doherty  TM, Seder RA, and Sher A. Induction and regulation of IL-15 expression in murine macrophages . J. Immunol. 1996; 156: 735-741.

80.            Julien DP, Sieling A, Uyemura K, Mar ND, Rea TH, and Modlin RL  IL-15 an immunomodulator of T cells responses in intracellular infection  J. Immunol 1997; 158: 800-806

81.            Dinarello CA, Novick D, Puren AJ, Fantuzzi G, Shapiro I, Muhl H, Yoon DY, Reznikov LL, Kim SH and Rubinstein M. Overview of interleukin 18: more thank interferon gamma inducting factor. J. Leukoc Biol. 1998; 63: 658-664

82.            Sugawara I, Yamada H, Kaneco H, Mizuno S, Takeda K, Akira S. Role of interleukin 18 (IL18) in mycobacterial infection  in interleukine 18 gen-disrupted mice. Infect Immun 1999; 67:2585.

83.            Flynn JL, Chan J, Triebold KJ, Dalton DK, Stewart TA, and Bloom BR. An essential role for interferon gamma in resistance to Mycobacterium tuberculosis infection J.Exp. Med. 1993; 178:2249-2254

84.            van Crevel R, Van der Ven Jongekrijg J, Netea MG, de Lange W, Kullberg BJ and van der Meer WM. Disease-specific exvivo stimulationof whole blood for cytokine production: application in the study of tuberculosis. J. immunol Methods 1999; 222:145-152

85.            Cooper AM, Dalton DK, Stewart TA, Griffin JP, Russel DG and Orme IM.J. Exp. Med. 1993; 178:2243-2247

86.            Holland SM, Dorman SE, Know A, PithaRowe IF, Frucht DM, Gertsberger SM, NoelGJ et all. Abnormal regulation of interferon-gamma, interleukin-12 and tumor necrosis factor alpha in human interferon-gamma receptor1 deficiency. J.Infect Dis. 1998; 178: 1095-1104

87.            Bhattacharyya S, Singla SR, Dey AB, and Prasad HK Dichotomy of cytokine profiles in patients and hight risk healthy subjects exposed  to tuberculosis. Infect Immun. 1999; 67: 5597-5603.

88.            Seah GT, Scott GM, and Rook GA. Type II cytokine gene activation and its relationship to extent of disease in patient with tuberculosis. J. Infect Dis 2000; 181:385-389

89.            Surcel HM, Troye Blomberg M, Paulie S, Andersson G, Moreno C, Pasvol G. and Ivanyi J Th1/Th2 profiles in tuberculosis, bades on the proliferation and cytokine response of blood lymphocytes to mycobacterial antigens. Immunology. 1994; 81:171-176.

90.            Lukacs NW, Addison CL, Gauldie J, Graham F, Simpson K, Strieter RM, Warmington K, Chensue SW and Kunkel SL Transgene-induced production of IL-4 alters the development and collagen expression of Thelper cell 1-type pulmonary granulomas. J. Immunol. 1997; 158: 4478-4484

91.            Schauf  V, Rom WN, Smith KA, Sampaio EP, Meyn PA, Tramontana JM, Cohn ZA, and Kaplan G. Cytokine gene activation and modified responsivennes to interleukine-2 in the blood of tuberculosis patients J. Infect. Dis. 1993; 168: 1056-1059.

92.            Schindler R, Mancilla J, Endres S, Ghorvany R, Clark SC and Dinarello CA, Correlations and interations in the production of interlekine-6 (IL-6) and tumor necrosis factor (TNF) in human blood mononuclear cells: IL6 suppresses IL-1 and TNF. Blood 1990; 75: 40-47

93.            Chiratsuchi H, Jhonson JL and Ellner JJ. Bidirectional effects of cytokines on the growth of Mycobacterium avium within human mocytes. J. Immunol 1991; 146: 3165-3170

94.            Shaw TC, Thomas LH, and Friedland  JS Regualtion of IL10 secretion after phagocytosis of Mycobacterium tuberculosis by human monocytic cells. Cytokine 2000; 12: 483-486

95.            Dahl Ke, Shiratsuchi H, Hamilton BD, Ellner JJ and Tossi Z. Selective induction of transforming growth factor beta in human lipoarabinomannam of Mycobacterium tuberculosis. Infect  Immun. 1996. 64: 339-405

96.            Boussiotis VA, Tsai EY, Yunis EJ, Thim S, Delgado JC, Dascher CC, Berezovskaya A, et all. IL-10 producing T cells suppress immune responses in anergic tuberculosis patients. J. Clin. Investing 2000; 105:1317-1325

97.            Barnes PF, Abrams JS, Lu S, Sieling PA, Rea TH and Modlin RL. Patterns of cytokine production by mycobacterium reactive T-cell clones. Infect Immun 1993; 61: 197-203

98.            Hirsch CS, Toossi Z, Othieno C, Jhonson JL, Schwander SK, Robertson S, Wallis RS et all. Depressed  T-cells interferon-gamma responses in pulmonary tuberculosis: analysis of underlying mechanism and modulation with therapy. J. Infect. Dis. 1999; 180:2069-2073

99.            Toossi Z, Gogate P, Shiratsuchi H, Young T and Ellner JJ. Enhanced production of TGF-beta by blood monocytes from patients with active tuberculosis and presence of TGF-beta in tuberculous granulomatous lung lesions. J. Immunol 1995; 154:465-473

100.        100.Denis M. Killing of Mycobacterium tuberculosis within human monocytes : activation by cytokines  and calcitriol . Clin Exp. Immunol. 1991;84: 200-206.

101.        101.Davies PD, Brown RC, and Woodhead JS. Serum concentration of vitamin D metabolites in untreated tuberculosis. Thorax.1985; 40: 187-190

102.        102 Wilkinson RJ, LLewelyn M, Toossi Z, Patel P, Pasvol G, Lalvani A, Wright D, Latif M and Davidson R. Influence of vitamin D deficiency and vitamin D receptor polymorphisms on tuberculosis among among Gujarati Asians in wets London: A case –study. Lancet.2000; 355:618-621

103.        Bellamy R, Ruwende C, Corrah T, McAdam KP, Thursz M, Whittle HC, and Hill AV. .Tuberculosis and chronic hepatitis B virus infection in Africans variation in the vitamin D receptor gene  J. Infect Dis 1999; 179: 721-724

104.        Hackam, DJ, Rotstein OD, Zhang W, Gruenheid S, Gros P, and Grinstein S. Host resistance to intracellular infectio mutation of natural resistance-associated macrophages protein 1 (Nramp1) impairs phagosomal acidification J. Exp. Med.1998; 188: 351-364

105.        Bellamy R, Ruwende C, Corrah T, McAdam KP, Whittle HC, and Hill AV. Variations in the NRAMP1 gene and susceptibility to tuberculosis in West Africans.N. Engl. J. Med.1998; 338: 640-644

106.        Cervino AC, Lakiss S, Sow O, and Hill AV. Allelic association between the NRAMP1 gene and susceptibility to tuberculosis in Guinea-conakry. Ann Hum Genet 2000; 64: 507-512

107.        Placido R, Mancino G, Amendola A, Mariani F, Vendetti S, Piacentini M, Sanduzz A, and et all. Apoptosis of human monocytes /macrophages in Mycobacterium tuberculosis infection. J. Patholo 1997; 181: 31-38

108.        Molloy A, Laochumroonvorapong P. and Kaplan G Apoptosis but not necrosis of infected monocytes is coupled with killing of intracellular bacillus Calmette-Guerin. J. Exp. Med. 1994; 180: 1499-1509

109.        Rojas M, Garcia FL, Nigou J, Puzo G, and Olivier M. Mannosylated lipoarabinomannan antagonizes Mycobacerium tuberculosis-induced macrophages apoptosis by alterin Ca+2 –dependent cell signaling J Infect Dis 2000; 182: 240-251

110.        Geluk A, van Meijgaarden KE, Franken KL, Drijfhoyt JW, D´Souza S., Necker A, Huygen K, and Ottenhoff TH. Identification of major epitopes of Mycobacterium tuberculosis AG 85B that are recognized by HLA-A*0201-restricted CD8+ T cells HLA-transgenic mice and humans J Immunol 2000;165: 6463-6471

111.        Stenger S, and Modlin RL. T cell mediated immunity to Mycobacterium tuberculosis. Curr Opin Microbiol 1999; 2: 89-93